Mahnoosh Farsaii和Victoria P. Connaughton的《all Amacrine Cells》

马赫诺什·法赛伊和维多利亚·p·康诺顿

1.介绍。

无分泌细胞的特点是多面连接和生理。它在无分泌细胞中是独特的,因为它主要参与通过视网膜内部的垂直信息流,有助于中心机制,而不是横向抑制通路。正如它的多层分层和突触伙伴所表明的那样,AII在ON-和OFF-视网膜通路中将杆和锥驱动的信号传递到视网膜内部。本章以大鼠、猫、兔和猴四种哺乳动物的数据为重点,总结了所有细胞的形态和生理特征。

2.形态和分布。

全无分泌细胞,最初由Kolb和Famiglietti (1974;Famiglietti & Kolb, 1975)是脊椎动物视网膜上研究最多的无分泌细胞。在多种哺乳动物的视网膜中都发现了这种物质。AII是一种窄场双层无分泌细胞,参与整个IPL的突触接触。其形态已通过多种染色方法进行了鉴定,如高尔基技术(图1a) (Kolb & Famiglietti, 1974;Famiglietti & Kolb, 1975)、记录神经元的路西法和HRP标记(Nelson, 1982),以及DAPI(4,6-二氨基非-2-苯基林多)或路西法黄(Vaney, 1985, 1991;米尔斯和梅西,1991)。


图1 a。猫视网膜全无分泌细胞高尔基染色图。

图1 b。啮齿类动物视网膜中的所有无分泌细胞都用抗帕瓦尔布门免疫细胞化学染色(Nicolas Cuenca提供)。

最近,针对各种钙结合蛋白(parvalbumin和calretinin)的免疫细胞化学方法被用于选择性标记兔的所有细胞(Casini et al., 1995;Massey & Mills, 1999)和啮齿动物(图1b) (Wassle等人,1993)。灵长类动物的AII细胞也带有calretinin标记(Wassle et al., 1995;Mills & Massey, 1999),但不是选择性的(Kolb等人,2002)。无论使用何种技术,AII细胞具有一致的形态(图1a),在近端内核层有直径8-10um的圆形或椭圆形细胞体。在外周视网膜中,细胞体常向外周视网膜内延伸。所有细胞体的分布是非随机的,形成一个规则的马赛克(Vaney, 1985;米尔斯和梅西,1991年;Kolb等人,2000)。兔(Vaney et al., 1991a)、猫(Vaney et al., 1985)和大鼠(Wassle et al., 1993)的计算规律性指数范围从4.0(下视网膜)到5.4(颞中周视网膜); a lower value was calculated in monkey (Wassle et al., 1995). AII dendritic trees are reported to be more regularly distributed than their cell bodies, with their processes filling in gaps between adjacent cell bodies to get full coverage of the IPL (Vaney et al., 1991a; Wassle et al., 1995).

AII细胞的双层性质来自于两种不同的树突状树(图1a, b)。亚层a (s1和s2)中的树突状树由短而细的突起组成,末端是小叶附件,通常从单一的初级树突向各个方向辐射(Famiglietti & Kolb, 1975;科尔布和费明列蒂,1976年;Vaney等,1991b;Strettoi等人,1992)。对一个特定的兔AII细胞的连续切片进行定量分析(Strettoi et al., 1992),发现了21个直径在1.6 - 5.5um之间的小叶附属物。相比之下,在b亚层中形成树突的突起称为远端(或树状)树突,主要终止于第5层。远端树突是细长的突起,其长度上有刺,分支比小叶附属物更宽(图1a)。以上特征在兔、大鼠、猫和猕猴的视网膜中是保守的(Kolb等人,1976;Vaney, 1985;Kolb等,1992; Wassle et al., 1993; Wassle et al., 1995; Mills & Massey, 1999).

中心视网膜和周围视网膜的分布和形态是不同的。所有密度在中央视网膜中心凹外区最大,随着偏心率的增加而减小。同时,两个树突场随着偏心增大(图2a) (Kolb等,1981;米尔斯和梅西,1991年;Vaney等人,1991a;Vaney等,1991b;Wassle et al., 1993),远端树突的变化更为明显。例如,猫视网膜中央的所有细胞密度最大,为5300个细胞/mm2,周围视网膜下降到500-800个细胞/mm2。小叶附属物场的直径从16um(中央视网膜)增加到30um(偏心8mm);而远端茎杆的直径从18um扩大到58um (Vaney, 1985)(图2b)。 This morphological trend has also been identified in other mammalian retinas.


图2 a。高尔基染色的所有细胞在人和猫的视网膜的整体视图。

图2 b。所有用路西法黄染色的无分泌细胞的全标本显示两种不同类型的过程。在亚板a中,较短的小叶树突(a)环绕细胞体,而在亚板b中,较薄的远端树突(b)终止于第5层(From Mills & Massey, 1991)。

相邻的AII细胞的b小层的远端树突重叠。通过计算每个细胞的覆盖率(树突场面积x细胞密度)来量化重叠量(Casini et al., 1995)。在兔中,中央视网膜远端树突(视觉条纹)的覆盖值为1.8,下视网膜为2.4。重叠最多的是上周视网膜,其覆盖值为~10 (Vaney et al., 1991a)。相比之下,相邻兔AII细胞的a次叶状树突之间很少或没有重叠,因为覆盖范围从下视网膜的~1.0到上视网膜的~0.8不等(Vaney et al., 1991a)。这些数值表明小叶附属物在整个视网膜区域保持恒定的覆盖;而远端突在中心向外周和上向下轴的重叠上有所不同。据报道,猫、猴和大鼠的所有树突都有类似的差异,这表明IPL远端和近端所有树突的功能存在差异(Vaney, 1985;Wassle等人,1993年;Wassle等人,1995)。

3.突触连接。


图3。连续切片的电子显微图显示了IPL中所有细胞产生的突触类型的超微结构。

b次椎板远端树突的化学输入

AII在b亚节(s5)中直接接受来自杆状双极细胞(RBC)的谷氨酸输入(图3)。在这个突触上,AII形成突触后二分体的一个成员(Kolb & Famiglietti, 1974;Famiglietti & Kolb, 1975;Strettoi等,1990;Strettoi等,1992;Chun等人,1993;Kim等人,1998);另一个成员(下文将讨论)是猫体内的A17和兔体内的S1/S2含有gaba的无分泌细胞(Massey et al., 1992)。后一种细胞类型在RBC上GABAc受体的RBC末端形成互易突触(Sandell et al., 1989;Grunert & Wassle, 1990; Strettoi et al., 1990; Chun et al., 1993; Kim etal., 1998; Zhang et al., 2002). Each AII receives input from several RBCs.

在所有哺乳动物中,生理学研究表明,所有无分泌细胞中谷氨酸诱导的电流都是由ampa偏好受体介导的(Boos et al., 1993;科恩和米勒,1999年;Morkve等人,2002)对非选择性拮抗剂CNQX和AMPA受体特异性化合物GYKI-52466和环噻嗪敏感(Morkve等人,2002;《歌手与钻石》,2003;Veruki et al., 2003)。受体由GluR3形成(Dacheux & Raviola, 1986;秦,蒲乔,1999a, 1999b;Gabriel等人,2002)和/或GluR4 (Ghosh等人,2001;Li等人,2002)亚基(图4),这些亚基使钙通道具有较高的通透性。

图4。所有i远端树突(绿色)和杆状双极细胞末端(蛋白激酶C,蓝色)的免疫染色。黄/白点表示双极-双侧无分泌突触上GluR4受体的免疫染色。李等。2002。

在大鼠(Hartveit & Veruki, 1997)和兔(Bloomfield & Xin, 2000) AII细胞上也发现了NMDA反应。这些发现与免疫细胞化学研究相矛盾,该研究注意到所有树突突上缺乏NMDA受体亚基(Hartveit等人,1994;戈贝尔等人,1998年;弗莱彻等,2000年;Grunert et al., 2002)。最近的研究结果表明,NMDA反应不介导rbc - ai突触的传递(Singer & Diamond, 2003),这表明这些受体在存在时可能位于突触外。所有i细胞中的NMDA反应也可能依赖于细胞内信号通路,在膜片钳研究中,这种反应迅速下降(Hartveit & Veruki, 1997)。

尽管一个全无分泌细胞与几乎所有的红细胞双胞连接有关,但所有细胞的输入中只有约30%为杆状双极连接(Strettoi et al., 1992)。这些细胞也接受来自兔s1和s5内其他无分泌细胞的化学输入;大鼠、猫和猴的S1, s3-s5。除了猫的多巴胺能无分泌细胞(Kolb et al., 1990)外,所有远端树突的突触前无分泌细胞通常都没有被发现。根据Strettoi等人(1992)的研究,无侧分泌接触在b椎板下的突触输入中约占40%。

b次椎板远端树突的电连接

ai通过b次椎板与ON锥双极细胞(CBC)电耦合(图3)(Kolb和Famiglietti, 1974: Famiglietti和Kolb, 1975: Kolb, 1979;Strettoi等,1992;Veruki & Hartveit, 2002a)和s5中的其他AII细胞(Strettoi et al., 1990;Strettoi等,1992;Strettoi等人,1994)。所有的连接都是由连接蛋白36在结构上形成的(Feigenspan et al., 2001;米尔斯等人,2001)。信号传播是双向的,促进连接细胞之间的同步反应(即动作电位)(Veruki & Hartveit, 2002b)。

多巴胺通过激活d1型多巴胺受体(Hampson et al., 1992)和cAMP的形成减少了AII/AII耦合(Mills & Massey, 1995)(图5a)(Hampson et al., 1992;Cooper等人,1996)。相反,在AII和on -CBC之间形成的间隙连接是异源的,由AII过程上的连接蛋白36和CBC上的连接蛋白36或另一个(可能是45)连接蛋白形成(Feigenspan et al., 2001;米尔斯等,2001年;Lin等人,2005)。这些连接也是双向的(Cohen & Miller, 1999;Bloomfield & Xin, 2000;Trexler等人,2001),尽管信号在AII到ON-CBC的方向上传播更有效(Veruki & Hartveit, 2002a)。AII/ON-CBC通道的渗透率似乎受一氧化氮和cGMP的调节(Mills & Massey, 1995)。一氧化氮激活鸟苷酸环化酶,增加细胞内cGMP,减少这些细胞类型之间的偶联。


图5。当AII细胞被注入生物ocytin后,多巴胺作用于视网膜,与正常条件相比,通过缝隙连接连接的细胞数量减少。猫视网膜。从Vaney (1994)

图5b所有细胞间的耦合随照明水平的变化而变化。在黑暗适应(星光/暗)兔视网膜(A)中,只有少量的全无分泌细胞是偶联的。在低/介视/微光强度下适应光的视网膜(B)显示出最大程度的全耦合。当光适应于锥阈值/日光(C)时,AII/AII耦合的程度降低到与(a)相似的值。这些观察到的AII/AII耦合的变化反映了感受野中心直径的变化。AII/ on锥双极细胞间的整体耦合不随光照水平而变化。布卢姆菲尔德和达歇,2001。

报告的AII细胞之间的偶联程度差异很大,从建模估计每个AII细胞与其他三个AII细胞偶联(Vardi & Smith, 1996)到染料偶联研究显示网络可以从~20到>300个偶联细胞(Vaney, 1991;布卢姆菲尔德等人,1997)。这种耦合程度的差异取决于适应状态(图5b)。AII/AII耦合的变化反映了感受野中心直径的变化(图5b)。例如,在适应暗环境的组织中,一个AII细胞与约20个其他细胞组成的网络耦合,相应的感受野中心直径平均约74 um (Bloomfield et al., 1997)。当光强增加,但仍在细胞的工作范围内(~2.25 log强度单位),耦合的程度和感受场中心的直径都增加(图5b)。光强的进一步增加实际上会导致耦合降低到与适应黑暗条件下的耦合水平(图5b)。因此,电池在其工作范围内广泛耦合,但在该范围的边缘断开耦合。

改变耦合程度的好处是什么?AII/AII耦合对于优化AII网络的信噪比是不可或缺的(Bloomfield等人,1997;Bloomfield & Dacheux, 2001),因为它允许较小的相关棒信号增加,而不相关噪声减少(Smith & Vardi, 1995;Vardi & Smith, 1996)。当视网膜在昏暗的光强(介观条件)下工作时,这将是重要的,因为增加耦合使每个AII可以合并空间相关信号的区域最大化,从而增加信噪比。然而,在适应黑暗的条件下,极少量的光子被棒子间歇性地吸收,相关信号很少(Bloomfield & Dacheux, 2001)。由于耦合的AII单元都接收共同的输入,AII耦合将通过相加相关信号和减少噪声来加强响应(Smith & Vardi, 1995;Vardi & Smith, 1996)。然而,考虑到到达AII网络的相关信号数量很少,在这些低光水平下的广泛耦合没有任何好处,因为它会增加背景噪声,导致微弱信号横向传播,降低响应的整体振幅。在适应光的条件下,耦合也减少了,减少了锥信号通过AII网络的传输和损耗,促进了光条件下的高空间灵敏度(Bloomfield & Dacheux, 2001)。 Further, the high signal-to-noise levels in the cone system reduce the need for spatial averaging.

图6所示。AII在整个内丛状层(IPL)都有突触接触,包括杆状(RB)和锥体双极(CB)细胞类型的突触。所有的i细胞突起都是突触后到b次椎板的棒状双极末端(红圈)。在该区域,末端树突还与其他AII细胞和ON-CB细胞参与间隙连接(*,蓝色矩形)。在a次椎板中,所有i细胞与OFF-CBC突起(蓝色圆圈)形成突触(通常是相互的)。GC,神经节细胞;,在中心;,偏心。打开的箭头表示符号反转突触;填充的箭头表示保存符号的突触。 From Xin and Bloomfield, 1999.

AII/ON-CBC之间的间隙连接提供了杆状信号通过电路到达on -神经节细胞的机制(Kolb, 1979):杆状到杆状双极到AII到on -锥双极细胞到on -神经节细胞(图6,红圈,蓝方框)。由于这些间隙连接也是双向的,它们提供了ai接收锥驱动输入的替代途径(DeVries & Baylor, 1995;科恩和米勒,1999年;Xin & Bloomfield, 1999)。另一种途径是通过杆/锥间隙连接,从而将杆信号送入锥感光器本身(Nelson, 1977)。杆信号将被传输到锥体双极单元,然后在电路中传递到aii -锥体- on -锥体双极- aii (DeVries & Baylor, 1995)。来自锥体光感受器的信号也会通过这条路径进行传递,锥体驱动的反应已在所有细胞中被记录下来(Nelson,1982;Xin & Bloomfield, 1999)。来自ON-CBC的光输入使所有的细胞去极化,反过来又使OFF-CBC超极化(图6),抑制光适应的OFF-center反应(Xin & Bloomfield, 1999)。如上所述,AII/ON-CBC连接似乎受NO调节,但不受光调节,因为生理学研究报告称,背景光水平的变化不会改变观察到的AII/ON-CBC耦合的总体程度(Bloomfieldm等人,1997年),在光条件下可以从AII细胞记录到锥驱动反应(Nelson, 1882; Xin & Bloomfield, 1999).

考虑到CBC类型的形态多样性,识别哪些特定的细胞与ai耦合,以更好地理解底层电路是很有用的。Mills和Massey(1996)在兔体内发现了AIIs和钙结合蛋白阳性双极细胞之间的电耦合。然而,由于偶联到AIIs的双极细胞中只有四分之一(23%)的示踪剂呈calbinding阳性,因此可能有超过一种类型的ON-CBC与AIIs形成间隙连接(Massey & Mills, 1996;Kim等人,2004年)。与此一致,Veruki & harvey (2002a)最近的一项研究检查了大鼠AII/ON-CBC间隙连接的电特性,发现了四种类型的双极细胞,即大鼠中与AIIs电偶联的CB5-CB8 (Euler等,1996)。此外,来自Masland小组的最新证据表明,一些与AII细胞耦合的ON锥双极子表达连接蛋白45,但不表达连接蛋白36 (Lin等人,2005年)。在cat中,发现cb5双极细胞与所有i过程耦合(Nelson & Kolb, 1983)。cb5双极细胞可能对应于兔的calbindin双极细胞,后者与所有i细胞的缝隙连接数量最多(Strettoi et al., 1994)。

因此,AII网络内的电耦合作用是最大限度地将信号传输到突触后神经节细胞。由于人工智能系统同时接收杆驱动和锥驱动的输入,信号的口径取决于刺激强度。因此,AII网络的动态也必须连续变化。相反,通过AII/ on - cbc缝隙连接的突触传递不受适应状态的影响(Bloomfield等人,1997年),这表明该通路可能在持续水平上发挥作用,持续地将信号传递到神经节细胞,而不受光照水平的影响。

甲椎小叶附属物的突触

小叶附属物是所有无分泌细胞的主要化学突触输出位点(图3)(Famiglietti and Kolb, 1975;Strettoi等人,1992)。这些附件在s1-s2与OFF-CBC末端形成互反的抑制突触(Strettoi et al., 1992) (Kolb & Nelson, 1983;Strettoi等,1992;Chun等人,1993;Merighi等人,1996)。这些突触占兔所有i细胞输出的90% (Strettoi et al., 1992)。兔的所有无分泌细胞很少直接连接OFF神经节细胞,而猫和猴的OFF神经节细胞的突触很常见(Kolb, 1979)。来自AIIs的抑制信号传递给OFF-CBC,减少光刺激时off -型神经节细胞释放谷氨酸(图6,蓝色圆圈)。

Merighi等人(1996)在兔身上发现,至少有两种不同的OFF-CBC类型(DAPI-Ba1和DAPI-Ba2)是IPL不同区域的AII细胞小叶附件的突触后。DAPI-Ba1细胞的轴突末端在s2处分枝,DAPI-Ba2细胞的轴突末端在s1-s3处分枝。在猫科动物中,分别对应DAPI-Ba2和DAPI-Ba1的cb1和cb2双极细胞(Kolb et al., 1981)与a次裂中AII细胞接触。在灵长类动物中,AII小叶附件与s2中calbindin阳性的DB3轴突末梢参与互易突触(Jacoby & Marshak, 2000)。猕猴的另一个双极细胞DB2在分层模式上与兔子的DAPI-Ba2相似。

图7所示。酪氨酸羟化酶TOH+免疫标记的多巴胺能无分泌细胞(TOH+绿色)具有细小的末端树突“环”,环绕在IPL的S1区所有无分泌细胞体(红色,AII)周围。由尼古拉斯•昆卡。

S1中所有的树突和细胞体都是突触后的。双标记研究表明,多巴胺能无分泌细胞的树突环绕所有体细胞,形成如图7所示的特征环(Pourcho, 1982;Voigt & Wassle, 1987;Kolb等人,1991)。这些多巴胺能输入被认为是调节适应状态下AII/AII耦合的变化。然而,最近的研究结果表明,多巴胺能过程与所有体细胞之间的直接接触是GABA能的,而不是多巴胺能的(因为据说多巴胺能无分泌也具有GABA阳性,Contini & Raviola, 2003)。因此,所有细胞都可能在细胞体上直接接收GABAergic输入,这也可以调节所有细胞的光反应。与多巴胺通过较慢的第二信使级联介导的反应相比,这些gaba引起的GABAA受体激活的反应会导致AII反应的更快修饰,在本质上可能被认为是旁分泌的。这里必须提到的是,多巴胺能无分泌细胞现在被认为含有谷氨酸(Jones和Marc, 2004),如果是这样的话,也可以预期更快的传递器作用。

4.生理反应

所有的细胞本身都是抑制性甘氨酸能神经元(Pourcho, 1996;门格尔等人,1998)。它们最强烈的反应和独特的作用,是在scotopic水平的照明。在这种情况下,AII有助于增加神经节细胞看到的杆状信号的传输速度和振幅(Nelson, 1982)。

所有的无压细胞也被称为“杆状无压细胞”,因为它们有响应特性,如阈值、饱和水平和光谱灵敏度,类似于棒(Nelson, 1982;布卢姆菲尔德和达歇,2001)。这些细胞表现出复杂的生理反应,服务于杆状和锥状视网膜通路,并对适应状态敏感(图8a)。一般来说,ai会产生ttx敏感的动作电位,并对外源性GABA、甘氨酸和谷氨酸有反应(Boos等人,1993年)。ai被分类为ON-center无分泌细胞,显示中心周围拮抗作用(Nelson, 1982;达歇和拉维奥拉,1986年;辛和布卢姆菲尔德,1999)当黑暗改编;在光适应细胞中,环绕拮抗作用被取消(Xin & Bloomfield, 1999)。

ON-center响应的生成

基于所有细胞的突触连接,on -center反应可通过两种途径产生:(1)化学突触上(on -type) RBC的直接杆驱动输入或(2)电突触上(on -type) CBC的直接锥驱动输入。生理记录显示在所有i细胞中杆和锥驱动反应,药理研究表明,on -中心反应被应用APB(2-氨基-4-膦酸丁酸)阻断,表明它们是由on型双极细胞产生的(Xin & Bloomfield, 1999)。


图8。在适应黑暗的条件下(A,左),在所有光强测试下都记录了ON-center响应(阈值= log -6.75)。ON-center响应的振幅随着光强的增加而增加,直到饱和在~ log -4.5到log -4.0。光适应细胞也记录了ON-center反应(A,右),尽管在这些条件下阈值更高(~ log -4.0)。光适应的ON-center响应也随着光强的增加而增加,但在比暗适应的AII更高的光强下达到饱和(log -1.0到0.0)。来自Xin和Bloomfield, 1999。

图8b显示所有ON-center响应下的电路示意图。在适应黑暗的条件下,scotopic ON-center响应来自杆状双极细胞(RB)(蓝色箭头)的直接谷氨酸输入。相反,锥驱动的ON-center响应发生在AII通过AII/ON-CB间隙结(红色箭头)中继的信号去极化时。这两种输入都发生在b椎板下的远端树突上。由于OFF-CB直接输入到a椎板下的小叶附件(虚线箭头),光适应型ai也显示出一个小的、短暂的off -中心响应。光适应AII细胞的ON-和OFF-center响应是同时产生的。来自Xin和Bloomfield, 1999。

ON-center响应是如何生成的?有趣的是,在上述两种通路中传输的信号都可以产生中枢反应,每个通路的贡献取决于刺激的强度(图8b)。在暗适应条件下,中心响应来自杆驱动或锥驱动输入,从杆BCs或锥BCs通过缝隙连接直接传输到ai。外源性的8-溴- cgmp或SNAP都能解除AII/ON-CBC间隙结的耦合,但不会阻断scotopic ON-center响应,但会阻断锥信号成分。明亮的刺激使神经杆饱和,减少了神经杆驱动的ai输入。在这些情况下,当所有i /ON-CBC连接在药理上不耦合时,on -中心反应被阻断(Xin & Bloomfield, 1999)。因此,所有细胞的ON-center反应要么来自杆状细胞,要么来自锥状细胞。棒信号在暗适应条件下使ai去极化;锥驱动信号在光(光)条件下传递(图8a和b)。有趣的是,在光适应的AII细胞中也发现了临时的偏离中心响应。这种反应被CNQX阻断,被认为是通过off锥双极细胞对a次叶的AII小叶附件的直接谷氨酸输入产生的(Xin & Bloomfield, 1999)。

图9所示。无分泌细胞的波形比突触前棒双极细胞更快地达到最大振幅。在AII细胞的响应峰值时,双极棒的响应仅为其最大振幅的三分之一。底部的痕迹表示光刺激的持续时间。从尼尔森,1982。

AII光响应是双相的,初始的短暂去极化后是一个更持久的成分(图9)。这使得AII对光刺激的响应比突触前棒双极细胞更快,并更快地达到其最大振幅。事实上,在AII响应的峰值时,棒的双极响应是其最大振幅的三分之一(见图9)。AII细胞也以更快的速度复极(Nelson, 1982)。由于突触前红细胞(Dacheux & Raviola, 1986)和杆状光感受器产生缓慢持续的反应,因此AII光反应的短暂性是出乎意料的。由此得出的结论是,从持续信号到瞬时信号的变化源自于AII,有助于加快杆状信号传递到视网膜内部(Nelson, 1982)。反应动力学变化的潜在机制是什么?辛格和戴蒙德(2003)在最近的一篇论文中回答了这个问题。他们用双膜片钳技术检测了大鼠视网膜切片的RBC/AII突触。AII反应的短暂部分不是由于对红细胞的反馈抑制或突触后AMPA受体脱敏,因为当使用苦肉毒素或环噻嗪时,它都存在。然而,EPSC波形确实随着钙流入突触前末端而变化,这表明钙通道的激活限制了胞吐率。作者得出的结论是,AII光反应的初始瞬态部分是由于红细胞末端神经递质释放的快速速率与突触后AMPA受体的快速动力学相耦合(Singer & Diamond, 2003)。

产生OFF-surround响应

在ai最初的生理特征中,环绕反应只在一些细胞中被发现(Nelson, 1982)。随后,研究表明,只有当细胞暗适应时,才会出现拮抗包围(Xin & Bloomfield, 1999;Bloomfield & Xin, 2000)。考虑到所有细胞的形态,一个合理的假设是,包围是通过所有细胞和OFF-CBC之间的连接产生的,因为该突触在适应黑暗的条件下会发挥作用。然而,包围反应被CNQX阻断(与OFF-CBC的作用一致),也被APB阻断,这表明包围起源于IPL (b次)的杆双极突触,尽管RBC本身不显示中心/包围组织(Xin & Bloomfield, 1999;Bloomfield & Xin, 2000)。

已经提出了两种途径来解释OFF-surround响应下的电路(图10))。首先,根据解剖学研究,另一个无分泌细胞可直接与所有远端树突突触并向其提供抑制输入。第二,来自A17无分泌细胞的RBC末端的抑制反馈突触可能产生环绕反应(例如,Bloomfield & Xin, 2000;Volgyi et al., 2002)。最近的证据支持后一种途径,总结如下(图10)。

图10所示。全环绕反应可由两种可能的途径产生。第一种途径包括直接输入来自氨基丁酸能无分泌细胞(标记为' ? ')的突触前到b次椎板远端树突。这些突触已在许多物种中被描述过,但具体的突触前细胞尚未被识别。第二个途径涉及一个积累吲哚胺的无分泌细胞(猫的S1, A17),它在互易突触释放氨基丁酸到棒状双极(RB)末端。在这张图中,光刺激在AII细胞感受野的周围区域(灰色圈,左)使棒极双极细胞去极化,导致谷氨酸释放到S1无分泌细胞的突起上(灰色圈到左)。去极化信号在S1过程(黄圈)释放GABA到棒的双极端中心传输。氨基丁酸抑制双极棒细胞减少随后谷氨酸释放到AII细胞。实验表明,是S1细胞参与的通路产生了全环绕反应。来自Bloomfield和Xin, 2000。

猫、大鼠和猴的A17无分泌细胞与兔的S1/S2积累吲哚胺无分泌细胞相当(Sandell等,1989年)。该细胞与AII细胞一样,是杆状驱动的(Nelson & Kolb, 1985), CNQX阻断了大鼠RBC向A17细胞的传递(Hartveit, 1999)。然而,在其他物种中,免疫细胞化学研究发现了代谢性谷氨酸受体(Cai & Pourcho, 1999)和GluR1/2受体亚基(Ghosh等人,2001;Li et al., 2002)对A17树突的研究。这些发现表明,信息流通过RBC二分体可能是由几种不同的谷氨酸能机制介导的(Ghosh等人,2001;Li et al., 2002)。Cat A17细胞表现出持续的光反应,缺乏拮抗包围(Nelson & Kolb, 1985);然而,大鼠A17细胞的中心周围拮抗作用已被报道过(Menger & Wassle, 2000)。

A17和S1/S2无分泌细胞相互接触红细胞末端。A17细胞含有GABA (Porcho and Goebel, 1983;Grunert & Wassle, 1990;Massey等人,1992;Kim等人,1998),并通过激活GABAc受体抑制RBC (Zhang等人,2002;Dong & Hare, 2003)。这种GABAA能反馈由光强调节,GABAA受体的激活(Dong & Hare, 2003)也出现在棒状双极端(Euler & Wassle, 1998;弗莱彻和瓦塞尔,1999年;McGillem等人,2000年;Volgyi et al., 2002)和突触前mGluR1/5受体的激活(Euler & Wassle, 1998)。 Physiologically, this feedback changes rod bipolar responses, making the scotopic b-wave more transient (Dong & Hare, 2003), and may be involved in altering calcium currents in RBC terminals (Pan, 2001), ultimately modifying glutamate release contributing to the surround mechanism in both ganglion cells (Shields & Lukasiewicz, 2003) and AII amacrine cells (Volgyi et al., 2002).

在猫中,A17细胞始终是突触后二联体的另一个成员,拥有所有的无分泌远端突,尽管其他无分泌细胞类型也接受杆状双极细胞的输入(Kolb & Nelson, 1983)。而在兔体内,积累吲哚胺的S1或S2无分泌细胞均可与AII成对配对。为什么兔子的这个突触更复杂?答案可以从这两种细胞类型在形态和耦合程度上的差异中找到。S1细胞是宽视野无分泌细胞,与其他S1细胞表现出广泛的偶联(即高达130个细胞偶联),而S2细胞较小,没有广泛的偶联(最多35个细胞偶联)(Li et al., 2002)。这些差异表明S1单元为AII环绕响应提供了宽场分量,而S2单元提供了来自更局部电路的输入(Li等人,2002;张等人,2002)。

5.在双重视觉中的作用。

all amacrine是杆和锥路径,以及ON和off路径交叉的地方。这是夜视的核心。所有细胞的复杂生理是通过它们的弥漫性形态来平行的:它们的过程位于整个IPL,并且在所有层中都观察到了突触(例如,s1、s2和s5中的化学突触;s3, s4和s5)的电突触。由于这些连接和平行的视网膜通路,所有的无分泌细胞总是接受输入,为视网膜内部提供一个持续的抑制通路(Cohen & Miller, 1999)。

在杆状通路(或光的闪点水平)内,光刺激的杆状光受体谷氨酸释放减少使杆状双极细胞去极化,进而导致谷氨酸从杆状双极末端释放到突触后双极单元:吲哚胺积累或A17无分泌细胞和AII无分泌细胞。谷氨酸刺激AII,导致三种同时发生的突触事件:(1)甘氨酸释放到OFF-CBC上,最终抑制off -神经节细胞;(2)ON-CBC去极化(通过AII/ON-CBC间隙连接)和随后on -神经节细胞去极化;(3)由于信号在耦合的AII网络中传播,导致信噪比增加。此外,猫、猴和大鼠的AII细胞直接连接off神经节细胞,导致对这些细胞的直接甘氨酸能抑制(即Muller et al. 1988)。去极化的A17 (S1/S2)细胞反馈到杆状双极端的抑制输入修正了所有的响应。总体效果是通过杆驱动信号抑制off通路和激发on通路。

在强光(光)条件下,所有i细胞都记录了ON-和OFF-center响应(Xin和Bloomfield, 1999)。两种响应都是通过CBC的输入产生的,其中OFF-CBC的谷氨酸输入产生瞬时off -中心响应,on -响应通过ON-CBC/AII间隙结传输产生。虽然在同一个all细胞中可以发现ON和off的反应,但ON中心的反应占优势。这些来自ON-CBC的输入使AII细胞去极化,导致OFF-CBC和off -神经节细胞的甘氨酸能抑制(Muller et al., 1988)。此外,在强光条件下,AII网络内的耦合减少,防止锥信号在到达神经节细胞之前消散。总的结果,又是off通路被on通路抑制,同时保持高灵敏度的锥信号。通过这种方式,AII不仅混合了杆和锥信号,而且混合了ON和off通路。

因此,在杆电路(scotopic条件)中包含AII对于IPL内的垂直信息流是必需的,因为它的功能是放大信号,增加瞬态,并在到达神经节细胞之前减少噪声。在锥驱动电路中,来自on - ccbc的输入直接刺激ai和on -神经节细胞。AII反应是一种去极化,具有健壮的on -中心反应,导致甘氨酸释放和off型反应的抑制。这些甘氨酸能输入到突触后CBC和/或神经节细胞,使on信号在这些条件下在视网膜内占主导地位。因此,AII总是在接收输入,尽管输入的类型不同(取决于刺激强度),导致AII细胞“转移注意力”从一个输入通路到另一个,从一个功能到另一个。

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最后更新:2011年7月。